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  • Vol. 2025, 43(4)
  • Artículo Científico
  • Número Especial

Bipolaris oryzae agente asociado a la mancha foliar en Cocos nucifera híbrido “Enano Verde de Brasil”

PorOscar Guillermo Rebolledo Prudencio, Wilberth Chan Cupul*, Guadalupe Moreno Zúñiga, Carlos Adrián Cruz Jiménez, Juan Carlos Sánchez Rangel

Recibido: 15/11/2024 – Publicado: 21/2/2025DOI: https://doi.org/10.18781/R.MEX.FIT.2024-09

Resumen Antecedentes/Objetivo. En Tecomán, Colima, México, se detectó una mancha foliar (MF) con incidencia del 92.0% en Cocos nucifera híbrido “Enano Verde de Brasil” (EVB). El objetivo fue caracterizar morfológica, molecular y bioquímicamente al hongo asociado a la MF en palma de coco EVB y evaluar su susceptibilidad a fungicidas biológicos comerciales.

Materiales y métodos. El aislado se caracterizó morfológica y molecularmente. Se evaluó su crecimiento, esporulación y producción de lacasas en diferentes medios de cultivo. Se determinó la inhibición micelial in vitro y dosis letal media (DL50) de fungicidas biológicos comerciales a base de hongos antagonistas (Trichoderma harzianum y T. viride), bacterias (Bacillus subtilis y B. amyloliquefaciens) y actinobacterias (Streptomyces lydicus y S. jofer).

Resultados. Bipolaris oryzae fue el agente asociado a la MF, produjo 25.54 y 22.17 U mg de proteína-1 de actividad lacasa en los medios Sivakumar y salvado de trigo (ST). El medio ST permitió la mayor esporulación. T. harzianum inhibió al 100% a B. oryzae en las cuatro dosis evaluadas. B. subtilis y B. amyloliquefaciens inhibieron al 100% a B. oryzae en la dosis más alta evaluada (20 mL L-1).

Conclusión. Bipolaris oryzae es el agente asociado a la MF, produjo la mayor actividad lacasa en Sivakumar y ST. La mayor esporulación y crecimiento diario fue en ST. T. harzianum destacó sobre T. viride al inhibir en 100% el crecimiento de B. oryzae. Bacillus subtilis, S. lydicus y B. amyloliquefaciens fueron más efectivas contra B. oryzae comparado con S. jofer.

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Cuadro 1. Secuencias utilizadas para la generación del árbol filogenético de <em>Bipolaris oryzae</em> agente asociado a la mancha foliar de cocotero.
Cuadro 1. Secuencias utilizadas para la generación del árbol filogenético de Bipolaris oryzae agente asociado a la mancha foliar de cocotero.
Cuadro 2. Actividad lacasa, tasa de crecimiento diario (TCD) y esporulación de <em>Bipolaris oryzae</em> en medios semisólidos.
Cuadro 2. Actividad lacasa, tasa de crecimiento diario (TCD) y esporulación de Bipolaris oryzae en medios semisólidos.
Cuadro 3. Inhibición del crecimiento micelial (%) de <em>Bipolaris oryzae</em> por diferentes dosis de fungicidas biológicos comerciales.
Cuadro 3. Inhibición del crecimiento micelial (%) de Bipolaris oryzae por diferentes dosis de fungicidas biológicos comerciales.
Cuadro 4. Dosis letal noventa (DL90) de seis fungicidas biológicos comerciales sobre <em>Bipolaris oryzae</em>.
Cuadro 4. Dosis letal noventa (DL90) de seis fungicidas biológicos comerciales sobre Bipolaris oryzae.
Figura 1. Hojas con síntomas de mancha foliar en palma de cocotero híbrido “Enano Verde de Brasil”. A) Manchas ovaladas color marrón y halo amarillo, B) hojas con de palma con múltiples manchas ovaladas y C) vista del vivero con plantas con síntomas de mancha foliar.
Figura 1. Hojas con síntomas de mancha foliar en palma de cocotero híbrido “Enano Verde de Brasil”. A) Manchas ovaladas color marrón y halo amarillo, B) hojas con de palma con múltiples manchas ovaladas y C) vista del vivero con plantas con síntomas de mancha foliar.
Figura 2. Características culturales y morfológicas de <em>Bipolaris oryzae</em>. A y B) Conidioforos; C a F) conidiosporas; G) agrupación de conidióforos; H) hifas septadas; I) micelio joven de cinco días de crecimiento en medio; J) micelio maduro de 20 días de crecimiento en medio PDA.
Figura 2. Características culturales y morfológicas de Bipolaris oryzae. A y B) Conidioforos; C a F) conidiosporas; G) agrupación de conidióforos; H) hifas septadas; I) micelio joven de cinco días de crecimiento en medio; J) micelio maduro de 20 días de crecimiento en medio PDA.
Figura 3. Análisis filogenético con base en el método de máxima verosimilitud utilizando el modelo Kimura de 2 parámetro (G+I). Árbol creado con el logaritmo de probabilidad más alto (-5759.36) de la secuencia del ADNr 28S de las cepas de <em>Bipolaris</em> similares a las del agente asociado a la MF en palma de cocotero EVB (<em>Bipolaris oryzae</em> ACMFCnhEVB_1) usando MEGA11. Es árbol se enraizó utilizando a Fusarium oxysporum se utilizó como grupo externo.
Figura 3. Análisis filogenético con base en el método de máxima verosimilitud utilizando el modelo Kimura de 2 parámetro (G+I). Árbol creado con el logaritmo de probabilidad más alto (-5759.36) de la secuencia del ADNr 28S de las cepas de Bipolaris similares a las del agente asociado a la MF en palma de cocotero EVB (Bipolaris oryzae ACMFCnhEVB_1) usando MEGA11. Es árbol se enraizó utilizando a Fusarium oxysporum se utilizó como grupo externo.
Figura 4. Crecimiento de <em>Bipolaris oryzae</em> a cinco días después de la inoculación en PDA modificado con diferentes dosis de fungicidas biológicos comerciales.
Figura 4. Crecimiento de Bipolaris oryzae a cinco días después de la inoculación en PDA modificado con diferentes dosis de fungicidas biológicos comerciales.
Figura 5. Regresión lineal entre la inhibición (%) del crecimiento de <em>Bipolaris oryzae</em> y las dosis utilizadas de cada fungicida biológico comercial.
Figura 5. Regresión lineal entre la inhibición (%) del crecimiento de Bipolaris oryzae y las dosis utilizadas de cada fungicida biológico comercial.
  • Vol. 2025, 43(4)
  • Artículo Científico
  • Número Especial

Proteínas Hrp como bioinductores para el control biológico de enfermedades bacterianas en plantas de jitomate y chile bajo invernadero

PorMaría del Sol Cuellar Espejel, Evangelina Esmeralda Quiñones Aguilar, Gabriel Rincón Enríquez*, Rodolfo Hernández Gutiérrez, Juan Carlos Mateos Díaz, Sergio David Valerio Landa

Recibido: 15/11/2024 – Publicado: 13/2/2025DOI: https://doi.org/10.18781/R.MEX.FIT.2024-25

Resumen Antecedentes/Objetivo. Las enfermedades como la peca bacteriana en jitoma te (Solanum lycopersicum) y la mancha bacteriana en chile (Capsicum annuum) causan graves pérdidas económicas globales. Una alternativa sustentable para su control es el uso de inductores proteicos (proteínas Harpin=Hrp) que activan la respuesta de defensa de las plantas al ser reconocidas por el sistema de inmunidad vegetal, induciendo mecanismos de defensa en contra de patógenos. El objetivo de esta investigación fue evaluar la efectividad biológica y la dosis óptima de apli cación del inductor biológico BioFensa (a base de proteínas Hrp), producido en planta piloto para controlar estas enfermedades.

Materiales y Métodos. Se realizaron tres experimentos en invernadero para eva luar la efectividad biológica de Biofensa (1 μg mL-1); para ello se probó el inductor proteico para el control de la mancha bacteriana (X. euvesicatoria cepa BV865 [1] y BV801 [2]), así como para la peca bacteriana (P. syringae pv. tomato, cepa DC3000 [3]). Cada experimento incluyo 5 tratamientos y 11 repeticiones. Además, se realizó un experimento para determinar la dosis óptima de BioFensa (0.01, 0.1 y 1.0 μg mL-1) contra X. euvesicatoria cepa BV801, con 7 tratamientos y 8 repeti ciones [4]. En los cuatro experimentos en total, las plantas fueron asperjadas con BioFensa (3 mL por planta) 24 h antes de la infección y se evaluaron los síntomas después de 30 días contando manchas en el tejido foliar.

Resultados. BioFensa fue efectivo en reducir significativamente el daño en plan tas de chile y tomate (LSD, p≤0.05). A una concentración alta (1 μg mL-1) logró prevenir la aparición de manchas en plantas de jitomate en un 53%, mientras que para plantas de chile contra la cepa BV865 previno en un 60%. Por otro lado, para para plantas de chile contra la cepa BV801, a concentraciones bajas (0.01 y 0.1 μg mL-1), los síntomas se redujeron significativamente entre un 38-41%, mientras que a una concentración más alta (1 μg mL-1) este efecto no se mantuvo, sugiriendo un límite en la percepción de inductores por las plantas.

Conclusión. Los resultados sugieren que BioFensa tiene el potencial de ser una alternativa efectiva para controlar enfermedades en cultivos hortícolas como jito mate y chile.

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Cuadro 1. Composición de los tratamientos del experimento 4 para determinar el efecto de distintas dosis de los inductores proteicos bajo condiciones de invernadero para plantas de chile.
Cuadro 1. Composición de los tratamientos del experimento 4 para determinar el efecto de distintas dosis de los inductores proteicos bajo condiciones de invernadero para plantas de chile.
Figura 1. Efectividad biológica de distintos tratamientos biológicos para el control de P. <em>syringae</em> pv. <em>tomato</em>, cepa DC3000 (peca bacteriana) en plantas de jitomate en condiciones de invernadero, según la cantidad de manchas necróticas, cloróticas y totales por planta. PS=Planta sana; PE=Planta enferma; AG=Actigard<sup>®</sup> (0.003 g mL−1); MG= Messenger Gold® (0.003 g mL<sup>−1</sup>); BF= BioFensa (1 μg mL<sup>−1</sup>). Letras distintas dentro de cada variable de repuesta indican dife rencias significativas de acuerdo con la prueba LSD (p≤0.05). Las barras en el rectángulo indican ± el error estándar.
Figura 1. Efectividad biológica de distintos tratamientos biológicos para el control de P. syringae pv. tomato, cepa DC3000 (peca bacteriana) en plantas de jitomate en condiciones de invernadero, según la cantidad de manchas necróticas, cloróticas y totales por planta. PS=Planta sana; PE=Planta enferma; AG=Actigard® (0.003 g mL−1); MG= Messenger Gold® (0.003 g mL−1); BF= BioFensa (1 μg mL−1). Letras distintas dentro de cada variable de repuesta indican dife rencias significativas de acuerdo con la prueba LSD (p≤0.05). Las barras en el rectángulo indican ± el error estándar.
Figura 2. Efectividad biológica de distintos tratamientos biológicos para el control de X. <em>euvesicatoria</em>, cepa BV865 en plantas de chile ancho variedad San Luis en condiciones de invernadero, según la cantidad de manchas necróticas, cloróticas y totales por planta. PS=Planta sana; PE=Planta enferma; AG=Actigard<sup>®</sup> (0.003 g mL<sup>−1</sup>); MG= Messenger Gold<sup>® (</sup>0.003 g mL<sup>−1</sup>); BF= BioFensa (1 μg mL<sup>−1</sup>). Letras distintas dentro de cada variable de repuesta indican diferencias significativas de acuerdo con la prueba LSD (p≤0.05). Las barras en el rectángulo indican ± el error estándar.
Figura 2. Efectividad biológica de distintos tratamientos biológicos para el control de X. euvesicatoria, cepa BV865 en plantas de chile ancho variedad San Luis en condiciones de invernadero, según la cantidad de manchas necróticas, cloróticas y totales por planta. PS=Planta sana; PE=Planta enferma; AG=Actigard® (0.003 g mL−1); MG= Messenger Gold® (0.003 g mL−1); BF= BioFensa (1 μg mL−1). Letras distintas dentro de cada variable de repuesta indican diferencias significativas de acuerdo con la prueba LSD (p≤0.05). Las barras en el rectángulo indican ± el error estándar.
Figura 3. Efectividad biológica de distintos tratamientos biológicos para el control de X. euvesicatoria, BV801, en plantas de chile ancho variedad San Luis en condiciones de invernadero, según la cantidad de manchas necróticas, cloróticas y totales por planta. PS=Planta sana; PE=Planta enferma; AG=Actigard<sup>®</sup> (0.003 g mL−1); MG= Messenger Gold<sup>®</sup> (0.003 g mL<sup>−1</sup>); BF= BioFensa (1 μg mL<sup>−1</sup>). Letras distintas dentro de cada variable de repuesta indican diferencias significativas de acuerdo con la prueba LSD (p≤0.05). Las barras en el rectángulo indican ± el error estándar.
Figura 3. Efectividad biológica de distintos tratamientos biológicos para el control de X. euvesicatoria, BV801, en plantas de chile ancho variedad San Luis en condiciones de invernadero, según la cantidad de manchas necróticas, cloróticas y totales por planta. PS=Planta sana; PE=Planta enferma; AG=Actigard® (0.003 g mL−1); MG= Messenger Gold® (0.003 g mL−1); BF= BioFensa (1 μg mL−1). Letras distintas dentro de cada variable de repuesta indican diferencias significativas de acuerdo con la prueba LSD (p≤0.05). Las barras en el rectángulo indican ± el error estándar.
Figura 4. Efecto de distintas dosis de BioFensa (0.01, 0.1 y 1 μg mL<sup>−1</sup>) sobre el control de X. <em>euvesicatoria</em>, cepa BV801 en plantas de chile ancho variedad San Luís en condiciones de invernadero. PS=Planta sana; PE=Planta enferma. Letras distintas indican dentro de cada variable de respuesta diferencias significativas de acuerdo con la prueba LSD (p≤0.05). Las barras en el rectángulo indican ± el error estándar.
Figura 4. Efecto de distintas dosis de BioFensa (0.01, 0.1 y 1 μg mL−1) sobre el control de X. euvesicatoria, cepa BV801 en plantas de chile ancho variedad San Luís en condiciones de invernadero. PS=Planta sana; PE=Planta enferma. Letras distintas indican dentro de cada variable de respuesta diferencias significativas de acuerdo con la prueba LSD (p≤0.05). Las barras en el rectángulo indican ± el error estándar.
  • Vol. 2025, 43(4)
  • Artículo Científico
  • Número Especial

Producción de conidiosporas de Trichoderma spp. y su aplicación con Streptomyces spp. para el manejo de Mycosphaerella fijiensis en banana

PorWilberth Chan Cupul*, Osvaldo Villegas Guerrero, Juan C. Sánchez Rangel, Gilberto Manzo Sánchez, Marco T. Buenrostro Nava

Recibido: 15/11/2024 – Publicado: 13/2/2025DOI: https://doi.org/10.18781/R.MEX.FIT.2024-05

Resumen Antecedentes/objetivo. La Sigatoka negra (SN) es una de las principales fitopa­tologías que reduce la producción de banano en México. Desarrollar productos biológicos a base de antagonistas es una actividad preponderante de estudio. Se evaluó la producción de conidiosporas de Trichoderma spp. en fermentación sólida sobre granos de arroz y maíz, y se estudió el efecto in situ de conidiosporas y Strep­tomyces sp. en la epidemiologia de la SN en banano cv. Gran enano.

Materiales y métodos. En fermentación sólida se evaluó el rendimiento de cuatro cepas de Trichoderma spp. (T-82, T-85, T-94 y T-99) en arroz entero (AE) y maíz quebrado (MQ); se empleó un diseño factorial A×B (A=cepas y B=sustrato). Las dos cepas con mejor rendimiento (T-99 y T-85) y un producto a base de Streptomy­ces spp. se aplicaron en campo para evaluar la epidemiología de la SN a través de la severidad, promedio ponderado de infección (PPI) y área bajo la curva del progreso de la enfermedad (ABCPE), a través de un diseño de bloques al azar.

Resultados. El MQ incrementó el rendimiento de Trichoderma spp. en 71%, las cepas T-94 (1.41×108 conidiosporas g-1) y T-85 (1.20×108 conidiosporas g-1) pre­sentaron los mayores rendimientos. La cepa T-85 redujo la severidad, PPI y AB­CPE de la SN comparado con las aplicaciones del control químico “Mancozeb”.

Conclusión. El MQ fue el mejor sustrato para obtener mayor rendimiento en las cepas T-94 y T-85 de Trichoderma spp. La aplicación foliar semanal de conidios­poras de Trichoderma T-85 redujo la severidad, PPI y ABCPE de la SN en banano cv. Gran enano.

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Cuadro 1. Rendimiento de cepas de Trichoderma spp. en sustratos sólidos.
Cuadro 1. Rendimiento de cepas de Trichoderma spp. en sustratos sólidos.
Cuadro 2. Severidad de la Sigatoka negra en banano cv. Gran enano a través de aplicaciones de <em>Trichoderma</em> spp.
Cuadro 2. Severidad de la Sigatoka negra en banano cv. Gran enano a través de aplicaciones de Trichoderma spp.
Cuadro 3. Promedio ponderado de infección (PPI) de la Sigatoka negra en banano cv. Gran enano a través de aplicaciones de <br /><em>Trichoderma</em> spp.
Cuadro 3. Promedio ponderado de infección (PPI) de la Sigatoka negra en banano cv. Gran enano a través de aplicaciones de
Trichoderma spp.
Figura 1. Suma general del área bajo la curva del progreso de la enfermedad (ABCPE) de la Sigatoka negra en banano cv. Gran enano a través de las aplicaciones de <em>Trichoderma</em> spp.
Figura 1. Suma general del área bajo la curva del progreso de la enfermedad (ABCPE) de la Sigatoka negra en banano cv. Gran enano a través de las aplicaciones de Trichoderma spp.
Figura 2. Comportamiento del área bajo la curva del progreso de la enfermedad (ABCPE) de la Sigatoka negra en banano cv. Gran enano a través de aplicaciones de <em>Trichoderma</em> spp.
Figura 2. Comportamiento del área bajo la curva del progreso de la enfermedad (ABCPE) de la Sigatoka negra en banano cv. Gran enano a través de aplicaciones de Trichoderma spp.
  • Vol. 2025, 43(1)
  • Artículo Científico

Caracterización biológica y molecular de especies nectriales asociadas a un síndrome de declinamiento del aguacate

PorJeny Michua Cedillo, Gustavo Mora Aguilera*, Gerardo Acevedo Sánchez

Recibido: 30/7/2024 – Publicado: 31/12/2024DOI: https://doi.org/10.18781/R.MEX.FIT.2406-7

Resumen Antecedentes/Objetivo. Miembros de Nectriaceae se han detectado en Michoacán desde 2019. Sin embargo, su detección no ha tenido el enfoque etiológico primario por lo que se desconoce la identidad de especies en raíz, distribución geográfica y asociación con otras familias. El objetivo fue caracterizar biológica y molecularmente especies nectriales asociadas al aguacate (Persea americana).

Materiales y Métodos. Se procesaron 70 muestras compuestas de raíces provenientes de árboles de aguacate con marchitez detectados en huertos comerciales de 13 municipios de Michoacán. Treinta aislados seleccionados con criterios epidemiológicos se cultivaron en extracto malta-agar, PDA y avena-agar para caracterización cultural y morfológica. A partir del ADN micelial se amplificaron los genes TEF 1-a y RPB2, las secuencias se limpiaron y alinearon con Seqassement y MAFFT, respectivamente. Se aplicaron algoritmos filogenéticos de inferencia Bayesiana y máxima parsimonia mediante PAUP4.0 y MrBayes3.2 complementándose con 66 y 65 secuencias del GenBank para TEF 1-a y RPB2, respectivamente. Cuatro especies de Hypocreales y S. chartarum se emplearon como especies externas.

Resultados. Se obtuvieron cinco morfotipos de nectriales con crecimiento radial variable y coloración marrón. Se identificaron tres géneros y tres especies con TEF 1-a (>97% homología) y tres géneros y cinco especies con RPB2 (>97% homología) correspondientes a Ilyonectria (56% de los aislados), Dactylonectria (33 %), Mariannaea (6 %) y Thelonectria (3 %). En raíz, con niveles de daño variable, se observaron asociaciones significativas (p ≤ 0.05) entre especies nectriales con Armillaria (97.1 %), Fusarium (92.9 %), Paecilomyces (56.4 %) y Mortierella (47.3 %), no así con Phytophthora (r < - 0.07). Regionalmente, Ilyonectria liriodendry fue las más prevalente, preponderantemente asociada con Fusarium y/o Armillaria. El sur del municipio de Tacámbaro tuvo la mayor diversidad de especies nectriales y géneros fungosos en general.

Conclusión. Se postula la presencia regional de un síndrome de declinamiento en aguacate asociado a un complejo de hongos caracterizado por defoliación descendente, marchitez, reducción de crecimiento de fruto, decoloración y necrosis medular y cortical en raíz secundaria. Los nectriales Dactylonectria macrodidyma, D. novo-zelandica, Thelonectria lucida, Mariannaea samuelsii y I. liriodendry se asociaron con estos síntomas posiblemente con capacidad primaria de infección, pero frecuentemente en coinfección con Fusarium spp. y/o Armillaria spp. (r = 0.60 – 0.88, p ≤ 0.05). Otros hongos podrían estar asociados. Phytophthora podría tener limitada implicación en este síndrome. Este constituye el primer reporte de Ilyonectria, Dactylonectria, Mariannaea y Thelonectria asociados al aguacate (Persea americana) en México.

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Figura 1. <strong>A.</strong> Árbol aparentemente sano y corte longitudinal y transversal de raíz de 1.5 cm de diámetro y asociación de <em>Ilyonectria liriodendri</em>; <strong>B.</strong> Defoliación apical, corte logitudinal y transversal de raíz con necrosis restringida asociados a <em>I. liriodendri</em>; <strong>C.</strong> Reducción del tamaño de frutos, corte longitudinal y transversal de raíz con necrosis invasiva asociada a <em>I. liriodendri</em>; <strong>D.</strong> Defoliación y hoja pequeña asociada a <em>Armillaria</em> + <em>I. liriodendri</em> y raíz con necrosis medular; <strong>E.</strong> marchitez moderada asociada a <em>Phytophthora cinnamomi</em> + <em>I. liriodendri</em> y corte longitudinal de raíz con necrosis restringida; <strong>F.</strong> Follaje amarillo, hoja pequeña y reducción de copa asociado a <em>Fusarium</em> spp + <em>Dactylonectria</em> <em>macrodidyma</em> y raíz con necrosis medular invasiva. <strong>G.</strong> Marchitez progresiva y raíz con necrosis y micelio invasivo en raíz de raíz asociado a <em>Armillaria</em> sp.; <strong>H.</strong> Marchitez, amarillamiento de follaje y raíz con necrosis subcortical asociada a <em>Phytophthora cinnamomi</em>; <strong>I.</strong> Marchitez general, follaje necrótico adherido a ramas, raíz con líneas de necrosis en raíz vascular asociado a <em>Verticillium</em> sp.
Figura 1. A. Árbol aparentemente sano y corte longitudinal y transversal de raíz de 1.5 cm de diámetro y asociación de Ilyonectria liriodendri; B. Defoliación apical, corte logitudinal y transversal de raíz con necrosis restringida asociados a I. liriodendri; C. Reducción del tamaño de frutos, corte longitudinal y transversal de raíz con necrosis invasiva asociada a I. liriodendri; D. Defoliación y hoja pequeña asociada a Armillaria + I. liriodendri y raíz con necrosis medular; E. marchitez moderada asociada a Phytophthora cinnamomi + I. liriodendri y corte longitudinal de raíz con necrosis restringida; F. Follaje amarillo, hoja pequeña y reducción de copa asociado a Fusarium spp + Dactylonectria macrodidyma y raíz con necrosis medular invasiva. G. Marchitez progresiva y raíz con necrosis y micelio invasivo en raíz de raíz asociado a Armillaria sp.; H. Marchitez, amarillamiento de follaje y raíz con necrosis subcortical asociada a Phytophthora cinnamomi; I. Marchitez general, follaje necrótico adherido a ramas, raíz con líneas de necrosis en raíz vascular asociado a Verticillium sp.
Figura 2. Escala nominal de seis clases de vigor y daño raíces secundarias de aguacate asociados a cuatro géneros y cinco especies de nectriales: <strong>0.</strong> Árbol sano con 100% de vigor y raíz sin lesiones; <strong>1.</strong> Defoliación apical en ramas superiores, raíz con lesiones rojizas <1 cm en raíz central (80% vigor en copa); <strong>2.</strong> Defoliación apical progresiva en ramas superiores, amarillamiento en estrato foliar inferior, raíz con líneas rojizas en parénquima medular (75% vigor); <strong>3.</strong> Defoliación, marchitez y raíz con necrosis invasiva en raíz subcortical y medular (50% vigor); <strong>4.</strong> Defoliación parcial, hojas pequeñas y raíz con necrosis en xilema y floema primario y secundario raíz (35% vigor); y <strong>5.</strong> Árbol defoliado y raíz con necrosis invasiva (15% vigor).
Figura 2. Escala nominal de seis clases de vigor y daño raíces secundarias de aguacate asociados a cuatro géneros y cinco especies de nectriales: 0. Árbol sano con 100% de vigor y raíz sin lesiones; 1. Defoliación apical en ramas superiores, raíz con lesiones rojizas <1 cm en raíz central (80% vigor en copa); 2. Defoliación apical progresiva en ramas superiores, amarillamiento en estrato foliar inferior, raíz con líneas rojizas en parénquima medular (75% vigor); 3. Defoliación, marchitez y raíz con necrosis invasiva en raíz subcortical y medular (50% vigor); 4. Defoliación parcial, hojas pequeñas y raíz con necrosis en xilema y floema primario y secundario raíz (35% vigor); y 5. Árbol defoliado y raíz con necrosis invasiva (15% vigor).
Figura 3. Morfotipos culturales de nectriales aislados de raíces de aguacate con síntomas en dosel y raíces según descripción en Figura 2 e identificados molecularmente con homologías > 97% para la region/gen RPB2 y TEF 1-α. <strong>A-D.</strong> <em>Dactylonectria macrodidyma</em>; <strong>E-H.</strong> <em>Dactylonectria novozelandica</em>; <strong>I-L.</strong> <em>Ilyonectria liriodendri</em>; <strong>M-P.</strong> <em>Mariannaea samuelsii</em>; y <strong>Q-T.</strong> <em>Thelonectria lucida</em>.
Figura 3. Morfotipos culturales de nectriales aislados de raíces de aguacate con síntomas en dosel y raíces según descripción en Figura 2 e identificados molecularmente con homologías > 97% para la region/gen RPB2 y TEF 1-α. A-D. Dactylonectria macrodidyma; E-H. Dactylonectria novozelandica; I-L. Ilyonectria liriodendri; M-P. Mariannaea samuelsii; y Q-T. Thelonectria lucida.
Figura 4. Morfotipos culturales en EMA al 2% (<strong>A, B</strong>) y PDA (<strong>C, D</strong>) aislados de raíces de aguacate con síntomas putativos a nectriales. <strong>A.</strong> Armillaria sp; <strong>B.</strong> <em>Armillaria gallica</em>; <strong>C.</strong> <em>Phytophthora cinnamomi</em>; y <strong>D.</strong> <em>Fusarium</em> sp.
Figura 4. Morfotipos culturales en EMA al 2% (A, B) y PDA (C, D) aislados de raíces de aguacate con síntomas putativos a nectriales. A. Armillaria sp; B. Armillaria gallica; C. Phytophthora cinnamomi; y D. Fusarium sp.
Figura 5. Árbol filogenético generado por análisis de Inferencia bayesiana de secuencias de la región RPB2 generados a partir de aislados de nectriales de árboles de aguacate comercial. Los aislados provenientes de este trabajo están indicadas con el prefijo MICH. El análisis incluyó ocho especies de referencia externa (ramas superiores y <em>Cylindrocarpon</em>). La barra de escala representa el número esperado de cambios de nucleótidos por sitio.
Figura 5. Árbol filogenético generado por análisis de Inferencia bayesiana de secuencias de la región RPB2 generados a partir de aislados de nectriales de árboles de aguacate comercial. Los aislados provenientes de este trabajo están indicadas con el prefijo MICH. El análisis incluyó ocho especies de referencia externa (ramas superiores y Cylindrocarpon). La barra de escala representa el número esperado de cambios de nucleótidos por sitio.
Figura 6. Árbol filogenético generado por análisis de inferencia bayesiana de secuencias del gen TEF <em>1-α</em> generados a partir de aislados de nectriales de árboles de aguacate comercial. Los aislados provenientes de este trabajo están indicadas con el prefijo MICH. El análisis incluyó seis especies de referencia externa. La barra de escala representa el número esperado de cambios de nucleótidos por sitio.
Figura 6. Árbol filogenético generado por análisis de inferencia bayesiana de secuencias del gen TEF 1-α generados a partir de aislados de nectriales de árboles de aguacate comercial. Los aislados provenientes de este trabajo están indicadas con el prefijo MICH. El análisis incluyó seis especies de referencia externa. La barra de escala representa el número esperado de cambios de nucleótidos por sitio.
Figura 7. Distribución y prevalencia regional de comunidades en raíz de organismos putativamente asociados con el decaimiento y síndrome de marchitez del aguacate en 13 municipios de Michoacán. <strong>A.</strong> Distribución filogeográfica de cuatro géneros nectriales. <strong>B.</strong> Distribución filogeográfica de seis especies nectriales. Se incluyen <em>Armillaria</em> spp. y <em>Fusarium</em> spp. como especies de alta prevalencia regional (fines comparativos). Las zonas verde-amarillo-marrón en ambos mapas muestra la proyección geoestadística de intensidad epidémica (escala de color: baja, moderada y alta) evaluada mediante escala de severidad de daño en dosel de árbol. El punteado color azul verdoso representa polígonos del inventario de huertas de aguacate.
Figura 7. Distribución y prevalencia regional de comunidades en raíz de organismos putativamente asociados con el decaimiento y síndrome de marchitez del aguacate en 13 municipios de Michoacán. A. Distribución filogeográfica de cuatro géneros nectriales. B. Distribución filogeográfica de seis especies nectriales. Se incluyen Armillaria spp. y Fusarium spp. como especies de alta prevalencia regional (fines comparativos). Las zonas verde-amarillo-marrón en ambos mapas muestra la proyección geoestadística de intensidad epidémica (escala de color: baja, moderada y alta) evaluada mediante escala de severidad de daño en dosel de árbol. El punteado color azul verdoso representa polígonos del inventario de huertas de aguacate.
Figura 8. Gráficas de asociatividad de organismos aislados de raíces de aguacate con síntomas de síndrome de declinamiento.<strong> A.</strong> Correlación de Pearson (r) que muestra asociación entre nectriales y otros organismos de raíz; y <strong>B.</strong> Cross correlación en pares y ordenada por nivel de asociatividad para las 25 principales correlaciones significativas.
Figura 8. Gráficas de asociatividad de organismos aislados de raíces de aguacate con síntomas de síndrome de declinamiento. A. Correlación de Pearson (r) que muestra asociación entre nectriales y otros organismos de raíz; y B. Cross correlación en pares y ordenada por nivel de asociatividad para las 25 principales correlaciones significativas.
Cuadro 1. Origen de aislados de nectriales asociados a árboles de aguacate seleccionados para extracción de ADN y PCR amplificación con TEF 1-α y RPB2.
Cuadro 1. Origen de aislados de nectriales asociados a árboles de aguacate seleccionados para extracción de ADN y PCR amplificación con TEF 1-α y RPB2.
Cuadro 2. Características fisicoquímicas de algunos huertos de aguacate muestreados y especies de nectriales identificados.
Cuadro 2. Características fisicoquímicas de algunos huertos de aguacate muestreados y especies de nectriales identificados.
  • Vol. 2024, 42(4)
  • Artículo Científico
  • Número Especial

Control in vitro de Neopestalotiopsis sp. aislada de fresa empleando Trichoderma y fungicidas comerciales

PorGabriela Olivares Rodriguez, Juan Gabriel Angeles Núñez, Francisco Mondragón Rojas, Patricia Rivas Valencia, José Luis Zárate Castrejón, Luis Antonio Mariscal Amaro, Luis Febronio Díaz Espino, Talina Olivia Martínez Martínez*

Recibido: 10/7/2024 – Publicado: 31/12/2024DOI: https://doi.org/10.18781/R.MEX.FIT.2024-28

Resumen Antecedentes/Objetivo. El hongo Neopestalotiopsis sp. es un patógeno emergente que puede ocasionar pérdidas superiores al 70 % en el cultivo de fresa. Debido a esta situación, se busca implementar métodos de control de bajo impacto ecológico. El objetivo de este trabajo fue evaluar el efecto inhibitorio de cepas de Trichoderma sp. y de fungicidas empleados en el Bajío de Guanajuato, México, sobre el crecimiento de Neopestalotiopsis sp.

Materiales y Métodos. El patógeno se aisló de plantas de fresa sintomáticas. Se realizó la caracterización morfológica y de patogenicidad del aislado. Las cepas de Trichoderma se obtuvieron de la colección biológica del Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias Campo Experimental Bajío (CEBAJ) y se confrontaron en cultivos duales con el patógeno, se determinó el porcentaje de inhibición del crecimiento radial (PICR) a las 120 h. Además, se evaluó el efecto de cinco fungicidas comerciales, que se agregaron al medio de crecimiento, sobre el diámetro de crecimiento del hongo.

Resultados. Se obtuvo PICR en un intervalo de 63 al 70 %. El mecanismo de parasitismo de Trichoderma fue por enrollamiento, adhesión y lisis a las hifas del patógeno. La cepa T1 fue la que presentó mayor potencial para el control del patógeno, seguido de T5 y T7. Tres fungicidas comerciales, Tebuconazol (100 mL 100 L-1), Extracto de Canela y Neem (500 mL 100 L-1), y el Ácido Peracético (25 mL 100 L-1) inhibieron completamente el crecimiento del hongo.

Conclusión. Estos resultados contribuyen al conocimiento sobre el control de Neopestalotiopsis sp. con la aplicación de Trichoderma y los productos autorizados en México.

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Figura 1. Síntomas en plantas de fresa infectadas por <em>Neopestaloptiosis</em> sp. A) Achaparramiento de plantas, B) Tizón en hojas, C y D) Deformación en frutos maduros e inmaduros.
Figura 1. Síntomas en plantas de fresa infectadas por Neopestaloptiosis sp. A) Achaparramiento de plantas, B) Tizón en hojas, C y D) Deformación en frutos maduros e inmaduros.
Figura 2. Crecimiento de <em>Neopestalotiopsis</em> sp. en medio PDA después de dos semanas de la inoculación. A) Desarrollo de colonias en medio de cultivo con acérvulos negros, B y C) Conidios del hongo.
Figura 2. Crecimiento de Neopestalotiopsis sp. en medio PDA después de dos semanas de la inoculación. A) Desarrollo de colonias en medio de cultivo con acérvulos negros, B y C) Conidios del hongo.
Figura 3. Síntomas en plantas de fresa causadas por <em>Neopestalotiopsis</em> sp. A) Tizón en hojas, B) Necrosis en tallo y C) Necrosis en cuello y raíz.
Figura 3. Síntomas en plantas de fresa causadas por Neopestalotiopsis sp. A) Tizón en hojas, B) Necrosis en tallo y C) Necrosis en cuello y raíz.
Figura 4. Porcentaje de Inhibición de Crecimiento Radial de <em>Neopestalotiopsis</em> sp. obtenidos por confrontación con cepas de Trichoderma (p≤0.05).
Figura 4. Porcentaje de Inhibición de Crecimiento Radial de Neopestalotiopsis sp. obtenidos por confrontación con cepas de Trichoderma (p≤0.05).
Figura 5. Confrontaciones de cepas de <em>Trichoderma</em> contra <em>Neopestalotiopsis</em> sp. Donde T = <em>Trichoderma</em> y P = patógeno. El número que se encuentra en la parte superior derecha corresponde a la identificación de la cepa de <em>Trichoderma</em>. Se observa que T1, T5 y T7 mantiene un nivel de antagonismo de II, mientras que T4, T8 y T10 un nivel III.
Figura 5. Confrontaciones de cepas de Trichoderma contra Neopestalotiopsis sp. Donde T = Trichoderma y P = patógeno. El número que se encuentra en la parte superior derecha corresponde a la identificación de la cepa de Trichoderma. Se observa que T1, T5 y T7 mantiene un nivel de antagonismo de II, mientras que T4, T8 y T10 un nivel III.
Figura 6. Mecanismos de parasitismo de <em>Trichoderma</em> sp frente a <em>Neopestaloptiopsis</em> sp. A) Enrollamiento, B) Formación de ganchos y C) Adhesión y lisis.
Figura 6. Mecanismos de parasitismo de Trichoderma sp frente a Neopestaloptiopsis sp. A) Enrollamiento, B) Formación de ganchos y C) Adhesión y lisis.
Figura 7. Crecimiento de <em>Neopestalotiopsis</em> sp en medio PDA con fungicidas comerciales. Test: testigo sin producto; A-C: Captán 200, 300 y 400 g 100 L<sup>-1</sup>; D-F: Tebuconazol 100, 250 y 375 mL 100 L<sup>-1</sup>; G-I: Carbendazim 400, 500 y 600 mL 100 L<sup>-1</sup>; J-L: Extracto de Canela y Neem 500, 1000 y 1500 mL 100 L<sup>-1</sup>; M-O: Ácido Peracético 25, 50 y 75 mL 100 L<sup>-1</sup>; P-R: Fungicida orgánico a base de cítricos 500, 750 y 1000 mL 100 L<sup>-1</sup>. 400 g y 600 mL 100 L<sup>-1</sup> (p≤0.05).
Figura 7. Crecimiento de Neopestalotiopsis sp en medio PDA con fungicidas comerciales. Test: testigo sin producto; A-C: Captán 200, 300 y 400 g 100 L-1; D-F: Tebuconazol 100, 250 y 375 mL 100 L-1; G-I: Carbendazim 400, 500 y 600 mL 100 L-1; J-L: Extracto de Canela y Neem 500, 1000 y 1500 mL 100 L-1; M-O: Ácido Peracético 25, 50 y 75 mL 100 L-1; P-R: Fungicida orgánico a base de cítricos 500, 750 y 1000 mL 100 L-1. 400 g y 600 mL 100 L-1 (p≤0.05).
Cuadro 1. Datos de identificación, sustrato de aislamiento y procedencia de cepas de <em>Trichoderma</em> sp. empleadas en el control biológico de <em>Neopestalotiopsis</em> sp.
Cuadro 1. Datos de identificación, sustrato de aislamiento y procedencia de cepas de Trichoderma sp. empleadas en el control biológico de Neopestalotiopsis sp.
Cuadro 2. Fungicidas evaluados en la inhibición del crecimiento de <em>Neopestalotiopsis</em> sp.
Cuadro 2. Fungicidas evaluados en la inhibición del crecimiento de Neopestalotiopsis sp.
Cuadro 3. Nivel de antagonismo según Bell <em>et al</em>. (1982) y mecanismos de micoparasitismo.
Cuadro 3. Nivel de antagonismo según Bell et al. (1982) y mecanismos de micoparasitismo.
  • Vol. 2025, 43(1)
  • Artículo Científico

Efecto antifúngico del aceite esencial de clavo y sus componentes principales sobre hongos aislados de tortillas de maíz

PorAna Patricia Ibarra Valenzuela, Rosalba Troncoso Rojas, Alma Rosa Islas Rubio, Elizabeth Peralta, Herlinda Soto Valdez*, Hayati Samsudin

Recibido: 09/4/2024 – Publicado: 31/12/2024DOI: https://doi.org/10.18781/R.MEX.FIT.2404-4

Resumen Antecedentes/Objetivo. Las tortillas de maíz, alimento básico en México, presentan una vida útil de 1-2 días a 25 °C debido al crecimiento fúngico. Una alternativa para extender la vida de anaquel de las tortillas es adicionar aceite esencial de clavo (AEC), sus componentes mayoritarios: eugenol (E), isoeugenol (I) y acetato de eugenilo (AE). El objetivo fue evaluar el efecto antifúngico del AEC sobre hongos identificados en tortillas de maíz.

Materiales y Métodos. Se adquirieron muestras de un kg de tortillas de maíz de las capitales de cinco estados del país (Sonora, Nuevo León, Michoacán, Oaxaca y Yucatán). Los hongos se identificaron por su morfología y por biología molecular. Además, se les determinó la concentración mínima inhibitoria (CMI) frente a AEC. El efecto de E, I y AE sobre Aspergillus niger (previamente identificado) se evaluó con el modelo de Gompertz.

Resultados. Se obtuvieron dos aislados fúngicos de las tortillas de Nuevo León, Sonora, Yucatán y Michoacán y un aislado de Oaxaca, mismos que se identificaron por biología molecular:  Aspergillus longivesica y Curvularia spicifera de Nuevo León; Aspergillus niger y Penicillium brevicompactum de Sonora; Aspergillus sp. de Oaxaca; Mucor sp. y Aspergillus flavus de Yucatán; Penicillium herquei, y Curvularia racemosus de Michoacán. Las CMIs fueron 200, 400, 800, 400, 800, 400, 800, 800 y 400 µg mL-1, respectivamente. AEC, E e I a 800 µg mL-1 retardaron la fase exponencial de crecimiento de Aspergillus niger, mientras que AE no mostró efecto.

Conclusión. El AEC podría ser una alternativa natural para prolongar la vida útil de tortillas de maíz.

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Figura 1. Estructura fúngica por microscopía óptica (40X), aisladas de las tortillas de maíz de Morelia, Mich (A: <em>Penicillium</em> sp. y F: <em>Mucor</em> sp.), Monterrey, N.L. (B: <em>Aspergillus</em> sp. y G: <em>Curvu</em> <em>laria</em> sp.), Oaxaca, Oax (C: <em>Aspergillus</em> sp.), de Hermosillo, Son (D: <em>Penicillium</em> sp. y H: <em>Aspergillus</em> sp.) y Mérida, Yuc (E: <em>Aspergillus</em> sp. y I: <em>Mucor</em> sp.).
Figura 1. Estructura fúngica por microscopía óptica (40X), aisladas de las tortillas de maíz de Morelia, Mich (A: Penicillium sp. y F: Mucor sp.), Monterrey, N.L. (B: Aspergillus sp. y G: Curvu laria sp.), Oaxaca, Oax (C: Aspergillus sp.), de Hermosillo, Son (D: Penicillium sp. y H: Aspergillus sp.) y Mérida, Yuc (E: Aspergillus sp. y I: Mucor sp.).
Figura 2. Crecimiento de hongos en PDA aisladas de las tortillas de maíz de Morelia, Mich (A, <em>Penicillium</em> sp. y F, <em>Mucor</em> sp.), de Monterrey, N.L. (B, <em>Aspergillus</em> sp. y G, <em>Curvularia</em> sp.), de Oaxaca, Oax (C, <em>Aspergillus</em> sp.), de Hermosillo, Son (D, <em>Penicillium</em> sp. y H, <em>Aspergillus</em> sp.) y de Mérida, Yuc (E, <em>Aspergillus</em> sp. y I, <em>Mucor</em> sp.).
Figura 2. Crecimiento de hongos en PDA aisladas de las tortillas de maíz de Morelia, Mich (A, Penicillium sp. y F, Mucor sp.), de Monterrey, N.L. (B, Aspergillus sp. y G, Curvularia sp.), de Oaxaca, Oax (C, Aspergillus sp.), de Hermosillo, Son (D, Penicillium sp. y H, Aspergillus sp.) y de Mérida, Yuc (E, Aspergillus sp. y I, Mucor sp.).
Figura 3. Efecto antifúngico de AEC, E e I sobre el crecimiento de <em>Aspergillus</em> <em>niger</em> en PDA a las 96 h de incubación a 25 ± 1 °C.
Figura 3. Efecto antifúngico de AEC, E e I sobre el crecimiento de Aspergillus niger en PDA a las 96 h de incubación a 25 ± 1 °C.
Figura 4. Cinética del crecimiento micelial de <em>Aspergillus</em> <em>niger</em> en PDA durante 96 h de incubación a 25 ± 1 °C. yVal=valores de y; Fit 1=curva con datos ajustados.
Figura 4. Cinética del crecimiento micelial de Aspergillus niger en PDA durante 96 h de incubación a 25 ± 1 °C. yVal=valores de y; Fit 1=curva con datos ajustados.
Cuadro 1. Concentración mínima inhibitoria (CMI) de aceite esencial de clavo sobre hongos (250 conidias) aislados de tortillas de maíz.
Cuadro 1. Concentración mínima inhibitoria (CMI) de aceite esencial de clavo sobre hongos (250 conidias) aislados de tortillas de maíz.
Cuadro 2. Parámetros cinéticos del efecto del aceite esencial de clavo (AEC), eugenol (E) e isoeugenol (I) sobre el crecimiento micelial de <em>Aspergillus</em> <em>niger</em> incubado a 25 ± 1 °C durante 96 h, obtenidos con DMFit 3.5 de Excel.
Cuadro 2. Parámetros cinéticos del efecto del aceite esencial de clavo (AEC), eugenol (E) e isoeugenol (I) sobre el crecimiento micelial de Aspergillus niger incubado a 25 ± 1 °C durante 96 h, obtenidos con DMFit 3.5 de Excel.
  • Vol. 2025, 43(1)
  • Nota Fitopatológica

Extracto de semillas de Canavalia ensiformis con nanopartículas de SiO2 como ovicida en Meloidogyne incognita

PorAugusto Gil Ceballos Ceballos, Yisa María Ochoa Fuentes*, Ernesto Cerna Chávez, Arely Cano García

Recibido: 18/4/2024 – Publicado: 31/12/2024DOI: https://doi.org/10.18781/R.MEX.FIT.2404-5

Resumen Antecedentes/Objetivo. Los extractos de semillas de Canavalia ensiformis han demostrado efectos antiparasitarios y repelentes contra plagas. El objetivo fue evaluar la efectividad del extracto combinado con nanopartículas (NP's) de dióxido de silicio contra los huevos de Meloidogyne incognita.

Materiales y Métodos. Se llevaron a cabo experimentos in vitro para evaluar los efectos de los extractos de semillas de C. ensiformis, tanto por sí solos como combinados con NP's de dióxido de silicio, en la eclosión de juveniles de M. incognita. Se utilizaron 150 huevos y se aplicaron concentraciones de 0, 2, 4, 6, 8 y 10 % del extracto. Además, se evaluaron concentraciones del extracto al 0, 1.5, 2.0, 2.5 y 3.0 %, cada una combinada con concentraciones de NP's al 0.06, 0.08, 0.10, 0.12 y 0.14 %.

Resultados. Ninguno de los tratamientos logró evitar la eclosión más del 30 % de juveniles. La modificación de la técnica de obtención del extracto de semillas de C. ensiformis puede causar un efecto ovicida complementario; sin embargo, al aumentar las concentraciones del extracto, puede propiciar la proliferación de hongos saprofitos y otros microorganismos.

Conclusión. Los tratamientos no mostraron efectos ovicidas significativos arriba del 40 %.

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Figura 1. A: huevo correspondiente al testigo sin inoculación y fijado con azul de algodón (100). B: huevo inoculado con extracto de <em>Canavalia ensiformis</em> y NP´s (100X). C: imagen amplificada de huevo inoculado con <em>C. ensiformis</em> y NP´s (100X). D: huevo inoculado con extracto de <em>C. ensiformis</em> (100X).
Figura 1. A: huevo correspondiente al testigo sin inoculación y fijado con azul de algodón (100). B: huevo inoculado con extracto de Canavalia ensiformis y NP´s (100X). C: imagen amplificada de huevo inoculado con C. ensiformis y NP´s (100X). D: huevo inoculado con extracto de C. ensiformis (100X).
Cuadro 1. Comparación de medias del efecto de los tratamientos del extracto de semillas de <em>Canavalia ensiformis</em> y NP´s de dióxido de silicio en huevos de <em>Meloidogyne incognita</em>.
Cuadro 1. Comparación de medias del efecto de los tratamientos del extracto de semillas de Canavalia ensiformis y NP´s de dióxido de silicio en huevos de Meloidogyne incognita.
  • Vol. 2025, 43(1)
  • Artículo Científico

Estimación de pérdidas provocadas por Potato virus Y en el cultivo de papa en Coahuila

PorJoel De Santiago Meza*, Gustavo Alberto Frías Treviño, Luis Alberto Aguirre Uribe, Alberto Flores Olivas

Recibido: 05/4/2024 – Publicado: 30/12/2024DOI: https://doi.org/10.18781/R.MEX.FIT.2404-2

Resumen Antecedentes/Objetivo. El objetivo fue evaluar experimentalmente las pérdidas ocasionadas por PVY (Potato Virus Y) en el cultivo de papa variedad Fianna y, por consiguiente, estimar las pérdidas ocasionadas por este virus en la zona productora de papa de Coahuila.

Materiales y Métodos. Surcos de una parcela experimental sembrados con plántula y semilla-tubérculo de papa, se inocularon mecánicamente con PVY a los 20, 40, 60 y 80 días después de la emergencia. Se cosecharon los tubérculos producidos y se evaluaron las pérdidas en cada tratamiento. Adicionalmente, en cuatro predios comerciales de papa en este mismo estado, se tomaron muestras de foliolos a los 20, 40, 60 y 80 días después de la emergencia, y se evaluó mediante pruebas de ELISA el porcentaje de plantas infectadas con PVY. Los datos de pérdidas de la parcela experimental y los datos de incidencia de los predios se utilizaron para elaborar un modelo estadístico para estimar las pérdidas causadas por PVY en la región de Coahuila.

Resultados. Las pérdidas en el rendimiento por PVY en la parcela experimental fueron de 9.4% a 53%. El porcentaje de incidencia de plantas infectadas en los predios comerciales varió de 0% a 100%. El modelo que mejor se ajustó a los datos obtenidos fue el de Berger . Las pérdidas estimadas en la zona productora de papa de Coahuila en el ciclo 2022 fueron de 18 %, equivalente a $19, 068, 500.

Conclusión. Esta información resalta la importancia de utilizar semilla certificada libre de PVY y de proteger el cultivo desde la emergencia hasta los 60 DDE.

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Figura 1. Rendimiento por hectárea de las plantas de papa variedad Fianna del ensayo 1.
Figura 1. Rendimiento por hectárea de las plantas de papa variedad Fianna del ensayo 1.
Figura 2. Izquierda: plantas provenientes de semilla tubérculo infectada con PVY; derecha: plantas provenientes de semilla tubérculo libre de PVY.
Figura 2. Izquierda: plantas provenientes de semilla tubérculo infectada con PVY; derecha: plantas provenientes de semilla tubérculo libre de PVY.
Figura 3. Rendimiento por hectárea de plantas provenientes de semilla-tubérculo infectada (0), plantas inoculadas a los 20, 40, 60 y 80 DDE, y plantas sanas (se mantuvieron sanas durante todo el ciclo, 120 días).
Figura 3. Rendimiento por hectárea de plantas provenientes de semilla-tubérculo infectada (0), plantas inoculadas a los 20, 40, 60 y 80 DDE, y plantas sanas (se mantuvieron sanas durante todo el ciclo, 120 días).
Figura 4. Ajuste del modelo de Berger que explica el 98% del cambio en pérdidas con relación a la fecha de infección por PVY (días después de la emergencia-DDE).
Figura 4. Ajuste del modelo de Berger que explica el 98% del cambio en pérdidas con relación a la fecha de infección por PVY (días después de la emergencia-DDE).
Figura 5. Cantidad y calidad de tubérculos producidos por plantas cultivadas a partir de semilla tubérculo infectada (0), plantas inoculadas a los 20, 40, 60 y 80 días después de la emergencia (DDE), y plantas sanas.
Figura 5. Cantidad y calidad de tubérculos producidos por plantas cultivadas a partir de semilla tubérculo infectada (0), plantas inoculadas a los 20, 40, 60 y 80 días después de la emergencia (DDE), y plantas sanas.
Figura 6. Tubérculos producidos por: A) plantas provenientes de semilla-tubérculo infectada; plantas inoculadas a los 20 DDE (B); 40 DDE (C); 60 DDE (D); 80 DDE (E); F) plantas sanas (sin inoculación).
Figura 6. Tubérculos producidos por: A) plantas provenientes de semilla-tubérculo infectada; plantas inoculadas a los 20 DDE (B); 40 DDE (C); 60 DDE (D); 80 DDE (E); F) plantas sanas (sin inoculación).
Cuadro 1. Porcentaje de incidencia de plantas infectadas en los predios comerciales; ha= Hectáreas, No. Muestreos= Número de muestreos por predio, DDE= Días después de la emergencia, No. Foliolos= Número de foliolos.
Cuadro 1. Porcentaje de incidencia de plantas infectadas en los predios comerciales; ha= Hectáreas, No. Muestreos= Número de muestreos por predio, DDE= Días después de la emergencia, No. Foliolos= Número de foliolos.
Cuadro 2. Pérdidas estimadas en rendimiento y económicas en la zona productora de papa de Coahuila.
Cuadro 2. Pérdidas estimadas en rendimiento y económicas en la zona productora de papa de Coahuila.
  • Vol. 2025, 43(1)
  • Artículo de Revisión

Aspectos moleculares de la biosíntesis de la faseolotoxina producida por Pseudomonas syringae pv. phaseolicola

PorAlejandra Chacón López, José Luis Hernández Flores, Efigenia Montalvo González, Selene Aguilera Aguirre*

Recibido: 20/8/2024 – Publicado: 30/12/2024DOI: https://doi.org/10.18781/R.MEX.FIT.2308-2

Resumen Antecedentes/Objetivo. La faseolotoxina es producida por uno de los fitopatógenos más importantes y estudiados en el área agrícola: Pseudomonas syringae pv. phaseolicola. Esta bacteria causa el tizón de halo, una enfermedad que devasta al cultivo del frijol. El éxito de P. syringae pv. phaseolicola está relacionado con su información genética que le permite sintetizar metabolitos deletéreos para su hospedero, como la faseolotoxina. El objetivo de la presente investigación fue analizar la base molecular del mecanismo de acción, la inmunidad, la genética involucrada en la biosíntesis de la faseolotoxina, las estrategias de diagnóstico molecular y las técnicas moleculares desarrolladas en México, para llevar a cabo el manejo del tizón de halo del frijol.

Materiales y Métodos. Se realizó la búsqueda y el análisis de la información científica más relevante respecto a la biosíntesis de faseolotoxina y los estudios moleculares de los factores de patogenicidad y virulencia de P. syringae pv. phaseolicola que han contribuido al desarrollo de estrategias moleculares enfocadas en el diagnóstico y manejo del tizón de halo en frijol.

Resultados. P. syringae pv. phaseolicola produce faseolotoxina, que es la responsable de la formación del halo clorótico característico del tizón de halo, esta toxina es un inhibidor de la OCTasa, una enzima que participa en la ruta de síntesis de arginina en frijol. Las regiones cromosómicas Pht y Pbo contienen genes involucrados en la síntesis e inmunidad de la faseolotoxina, y la expresión de estos genes está regulada por el sistema GacS/GacA y la temperatura. La identificación de genes involucrados en la síntesis de factores de patogenicidad y virulencia, como la faseolotoxina, ha permitido el desarrollo de estrategias de diagnóstico y manejo de la enfermedad basadas en la amplificación de ADN y el uso de marcadores moleculares que facilitan la identificación de cultivares de frijol resistentes al patógeno.

Conclusión. Los estudios moleculares han contribuido al entendimiento de cómo el patovar phaseolicola produce faseolotoxina. Esta información ha sido esencial para entender cómo las bacterias han evolucionado de variantes no patogénicas a patogénicas; además, proporcionan información que permite desarrollar nuevas estrategias para un diagnóstico oportuno y contribuyen en las estrategias para el manejo del tizón de halo.

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Figura 1. Síntomas producidos por P. syringae pv. <em>phaseolicola</em> en el frijol. A y B, Síntomas en las hojas. C y D, Síntomas en las vainas. Fuente: Adaptada de Schwartz, 2008; Harveson, 2009.
Figura 1. Síntomas producidos por P. syringae pv. phaseolicola en el frijol. A y B, Síntomas en las hojas. C y D, Síntomas en las vainas. Fuente: Adaptada de Schwartz, 2008; Harveson, 2009.
Figura 2. Estructura de la faseolotoxina y PSOrn, producto de la degradación de la faseolotoxina por peptidasas de la planta.
Figura 2. Estructura de la faseolotoxina y PSOrn, producto de la degradación de la faseolotoxina por peptidasas de la planta.
Figura 3. Representación gráfica de las Regiones Pht y Pbo en el cromosoma de <em>P. syringae</em> pv. phaseolicola. A, Operones de la Región Pht. B, Operones de la Región Pbo. Cada flecha representa cada gen, la dirección de la flecha indica la dirección de la transcripción.
Figura 3. Representación gráfica de las Regiones Pht y Pbo en el cromosoma de P. syringae pv. phaseolicola. A, Operones de la Región Pht. B, Operones de la Región Pbo. Cada flecha representa cada gen, la dirección de la flecha indica la dirección de la transcripción.
Figura 4. Modelo de señalización, regulación y efecto de la biosíntesis de la faseolotoxina producida por <em>P. syringae</em> pv. phaseolicola NPS3121. La temperatura se percibe por el sensor membranal GacS, que como consecuencia se autofosforila (1). GacS fosforilado transfiere el fosfato al regulador de respuesta GacA (2). GacA controla la ex presión de los genes <em>pht</em>, mediada por el regulador IHF. GacA también controla la transcripción de los genes <em>pbo</em> (3). Finalmente, se sintetiza la faseolotoxina, que inhibe a la OCTasa del frijol, impidiendo la síntesis de arginina. Consecuentemente, se desarrolla el halo clorótico.
Figura 4. Modelo de señalización, regulación y efecto de la biosíntesis de la faseolotoxina producida por P. syringae pv. phaseolicola NPS3121. La temperatura se percibe por el sensor membranal GacS, que como consecuencia se autofosforila (1). GacS fosforilado transfiere el fosfato al regulador de respuesta GacA (2). GacA controla la ex presión de los genes pht, mediada por el regulador IHF. GacA también controla la transcripción de los genes pbo (3). Finalmente, se sintetiza la faseolotoxina, que inhibe a la OCTasa del frijol, impidiendo la síntesis de arginina. Consecuentemente, se desarrolla el halo clorótico.
Figura 5. Mapa representativo de la distribución de <em>P. syringae</em> pv. <em>phaseolicola</em> en México. Los estados marcados con color amarillo indican la presencia de esta bacteria.
Figura 5. Mapa representativo de la distribución de P. syringae pv. phaseolicola en México. Los estados marcados con color amarillo indican la presencia de esta bacteria.
Cuadro 1. Función de genes <em>pht</em> involucrados en la síntesis de faseolotoxina.
Cuadro 1. Función de genes pht involucrados en la síntesis de faseolotoxina.
Cuadro 2. Predicción de la función de genes <em>pbo</em> involucrados en la síntesis de faseolotoxina.
Cuadro 2. Predicción de la función de genes pbo involucrados en la síntesis de faseolotoxina.
Cuadro 3. Oligonucleótidos usados para identificar cepas de P. syringae pv. <em>phaseolicola</em> produc<br />toras de faseolotoxina.
Cuadro 3. Oligonucleótidos usados para identificar cepas de P. syringae pv. phaseolicola produc
toras de faseolotoxina.
  • Vol. 2025, 43(1)
  • Artículo Científico

Toxicidad de fungicidas de contacto en cuatro especies de Trichoderma, un enfoque de compatibilidad in vitro

PorConrado Parraguirre Lezama, Omar Romero Arenas*, Alba Cruz Coronel, Amparo Mauricio Gutiérrez, Carlos A Contreras Pare, Antonio Rivera Tapia

Recibido: 25/2/2024 – Publicado: 27/12/2024DOI: https://doi.org/10.18781/R.MEX.FIT.2402-7

Resumen Objetivo/Antecedentes. La transición hacia prácticas agrícolas responsables es fundamental para promover la salud de los agroecosistemas y garantizar la seguri­dad alimentaria. Impulsar investigaciones integrales que combinen métodos quími­cos y biológicos representa un avance significativo en el manejo de fitopatógenos, es decir, esta aproximación novedosa se basa en la premisa de que la acción conjun­ta entre fungicidas y un agente antagónico como Trichoderma spp., pueden ofrecer una protección robusta en comparación con enfoques individuales. El objetivo del estudio es investigar la resistencia y compatibilidad in vitro de cuatro especies de Trichoderma frente a tres fungicidas ampliamente utilizados en México.

Materiales y Métodos. Se empleó la técnica de intoxicación controlada en medio PDA bajo condiciones controladas con tres concentraciones (450, 900 y 1350 mg L−1), pare el caso de los ingredientes activos Captan y Clorotalonil, para Mancozeb se utilizaron 600, 1200 y 1800 mg L−1. La compatibilidad se determinó en relación con el grupo control utilizando el software estadístico SPSS Statistics versión 26 para el entorno operativo Windows.

Resultados. El estudio reveló que las cepas de T. harzianum, T. hamatum, T. ko­ningiopsis y T. asperellum exhibieron una compatibilidad global del 60.04% para los ingredientes activos evaluados, siendo el fungicida Captán 50® el que demostró el mayor porcentaje de compatibilidad (79.87%) en las concentraciones de 450, 900 y 1350 mg L–1. T. harzianum mostró mayor tolerancia al ingrediente activo Clorotalonil en la concentración de 450 mg L⁻¹, sin embargo, a concentraciones más altas demostró mayor toxicidad, siendo T. koningiopsis la que exhibió la menor resistencia en sus tres concentraciones evaluadas.

Conclusión. Los tratamientos con diferentes concentraciones de los fungicidas Captan, Mancozeb y Clorotalonil evidenciaron una marcada variabilidad en tér­minos de prevalencia y toxicidad hacia las especies evaluadas de Trichoderma in vitro. Este enfoque permite diseñar estrategias de manejo integrado minimizando la dependencia de productos químicos y promoviendo la compatibilidad entre agentes biológicos y fungicidas.

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Figura 1. Porcentaje de inhibición del crecimiento micelial (PI) de cuatro especies de <em>Trichoderma</em> a diferentes concentraciones de fungicidas en condiciones controladas. *Letras iguales indican que no hay diferencias estadísticamente significativas (p <0.05) entre los tratamientos.
Figura 1. Porcentaje de inhibición del crecimiento micelial (PI) de cuatro especies de Trichoderma a diferentes concentraciones de fungicidas en condiciones controladas. *Letras iguales indican que no hay diferencias estadísticamente significativas (p <0.05) entre los tratamientos.
Figura 2. Análisis de componentes principales explicó el 93.1% de la varianza en dos componentes respecto a la compatibilidad de cuatro cepas nativas de <em>Trichoderma</em> en diferentes concentraciones de fungicidas de acuerdo con una escala establecida por Alves <em>et al</em>. (1998).
Figura 2. Análisis de componentes principales explicó el 93.1% de la varianza en dos componentes respecto a la compatibilidad de cuatro cepas nativas de Trichoderma en diferentes concentraciones de fungicidas de acuerdo con una escala establecida por Alves et al. (1998).
Figura 3. Forest plot representa la compatibilidad C (%), indicada por las medias y sus intervalos de confianza del 95%, asociados con cada combinación de cepa y concentración de fungicida indicando la resistencia relativa y toxicidad.
Figura 3. Forest plot representa la compatibilidad C (%), indicada por las medias y sus intervalos de confianza del 95%, asociados con cada combinación de cepa y concentración de fungicida indicando la resistencia relativa y toxicidad.
Cuadro 1. Fungicidas utilizados a diferentes concentraciones evaluadas.
Cuadro 1. Fungicidas utilizados a diferentes concentraciones evaluadas.
Cuadro 2. Análisis multifactorial de varianza (MANOVA) parcial para los efectos de los Ingredientes activos, especies (<em>Trichoderma</em> spp.) y concentración sobre el porcentaje de inhibición de crecimiento micelal (PI), diámetro (mm) y capacidad de formación de conidios (CFC).
Cuadro 2. Análisis multifactorial de varianza (MANOVA) parcial para los efectos de los Ingredientes activos, especies (Trichoderma spp.) y concentración sobre el porcentaje de inhibición de crecimiento micelal (PI), diámetro (mm) y capacidad de formación de conidios (CFC).
Cuadro 3. Evaluación de cuatro especies de <em>Trichoderma</em>  a diferentes concentraciones de fungicidas en condiciones controladas.
Cuadro 3. Evaluación de cuatro especies de Trichoderma a diferentes concentraciones de fungicidas en condiciones controladas.

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